FLORA FÚNGICA Y NIVELES DE AFLATOXINAS
EN
FRUTAS Y HORTALIZAS FRESCAS1
Rito Herrera[1]; Martha de Von Chong[2]; Alexis De La Cruz[3];
Jenifer Cedeño[4]; Lissete Vargas5
RESUMEN
Las
frutas y hortalizas son los principales sustratos orgánicos que permiten el
desarrollo y esporulación de hongos en los mercados agropecuarios. Este trabajo
consistió en caracterizar la flora fúngica y evaluar los niveles de aflatoxinas
totales, mediante el tratamiento de lavado y no lavado en frutas (naranja,
guayaba) y hortalizas (repollo, tomate) frescas. Este estudio se realizó en dos
supermercados en el distrito de Chitré, provincia de Herrera. El aislamiento de
hongos se efectuó en 128 muestras, en un periodo de un mes. Los resultados de
los análisis de las muestras estudiadas demuestran que hay una elevada
presencia del hongo Aspergillus niger,
el cual presentó un 58% del total respecto a los otros hongos encontrados,
seguidos de Aspergillus ochraceus con
un 18%, Aspergillus flavus con 7%, A. versicolor con 6%, A. sclerotium con 5%, Alternaria sp. con 4% y Rhizopus sp. con 2%. La detección de
aflatoxinas totales se realizó por medio de ELISA, siendo este un inmunoensayo
de enzimas competitivas, en donde los niveles de aflatoxinas de las muestras
procesadas se analizaron por tratamiento. Los resultados de cada producto
evaluado cumplieron en su mayoría con las tres normas internacionales, a
excepción de la guayaba que sobrepasó los niveles permisibles de 4ppb para la
UE. El mayor crecimiento fúngico se observó en el supermercado A, para la
guayaba bajo el tratamiento de lavado. De igual manera, para las aflatoxinas
totales el producto con más concentración fue la guayaba. El hongo de mayor
crecimiento fue el Aspergillus niger.
Palabras claves: Aspergillus niger,
Aspergillus ochraceus, Aspergillus flavus, micotoxinas.
FUNGAL
FLORA AND AFLATOXIN LEVELS IN FRESH
FRUITS
AND VEGETABLES
ABSTRACT
Fruits
and vegetables are the main organic substrates, which allow the development and
sporulation of fungi in the agriculture markets. This work consisted of
characterizing the fungal flora and evaluating the levels of total aflatoxins,
through the washed and unwashed treatment in fresh fruits (orange, guava) and
vegetables (cabbage, tomato). This study was carried out in two supermarkets in
the district of Chitré, province of Herrera. The isolation of fungi was carried
out in 128 samples, in a period of one month. The results of the analyzed
samples revealed a high presence of the Aspergillus niger fungus, which
presented 58% of the total compared to the other observed fungi, followed by Aspergillus
ochraceus with 18%, Aspergillus flavus with 7%, A. versicolor with 6%, A.
sclerotium with 5%, Alternaria
sp. with 4% and Rhizopus sp. with 2%.
Total aflatoxins detection was performed using ELISA, this being a competitive
enzyme immunoassay, where the aflatoxin levels of the processed samples were
analyzed by treatment. The results of each evaluated product mostly comply with
the three international standards, except for guava that exceeded the
permissible levels of 4ppb for the EU. The highest fungal growth occurred in
supermarket A, for guava product under washing treatment. Similarly, for total
aflatoxins, guava was the product with the highest concentration. Aspergillus niger evidenced the fastest
fungi growth.
Key words: Aspergillus niger, Aspergillus
ochraceus, Aspergillus flavus, mycotoxins.
INTRODUCCIÓN
Los primeros casos de micotoxicosis conocidos fueron debidos al centeno
contaminado con Claviceps purpurea, en la edad media. En Argentina,
Quevedo (1912), describió la acción de los metabolitos tóxicos de un Aspergillus
del maíz sobre especies animales, primera observación científica de las
micotoxicosis en Sudamérica. En 1960 se dio una intoxicación masiva en
Inglaterra por la enfermedad "X" de los pavos, la cual provocó la
pérdida de 100.000 ejemplares intoxicados por harina de cacahuete. Lo que
condujo al descubrimiento de las aflatoxinas, toxinas producidas por el hongo Aspergillus flavus,
contaminantes alimentarios en zonas húmedas y potentes carcinógenos (Lillehoj,
1991).
En
estudios microbiológicos realizados por la Universidad Veracruzana en México,
se analizaron 28 muestras de frutas y hortalizas frescas, en un período de un
año, aislando 27 especies de hongos fitopatógenos, donde el 51,9% sintetizaban
micotoxinas (Trigos et al.,
2008). Otra investigación por la Universidad Jorge Besadre Grohmann en
diferentes mercados de abastos determinó la presencia de hongos fitopatógenos,
obteniendo ocho géneros tales como: Penicillium
sp., Candida sp., Cladosporium herbarm, Rhodotorula sp., Rhizopus sp., Aspergillus niger, Botrytis sp., Mucor sp. De Igual manera, en la zona de Comondú, Baja California
Sur México; se realizó aislamiento de hongos fitopatógenos en naranja.
Identificando morfológicamente los géneros Aspergillus,
Fusarium y Penicillium (Ochoa et
al., 2007).
En las últimas investigaciones realizadas en
Morelia, región oriente de Michoacán, se estudió la infección de hongos
fitopatógenos en cultivos de guayabas (Psidium
guajava), donde se identificó los géneros Pestalotiopsis y Alternaria;
a los cuales se les realizó pruebas de sensibilidad, demostrando eficiencia en
ambos géneros (Ávila, 2011).
En la unidad de investigación del Centro Regional
Universitario de Azuero se realizaron estudios que comprueban la presencia de
las Aflatoxinas B1 en Maíz, producto obtenido en el campo, al igual que las
frutas y las hortalizas. También se obtuvieron crecimientos de hongos de los
géneros: Aspergillus sp., Fusarium sp. y Penicillium sp.
La importancia de las
pérdidas postcosecha de frutas y hortalizas radica en una inversión para su
producción, distribución y venta. La Organización de las Naciones Unidas para
la Alimentación y la Agricultura [FAO, 2003], calcula en 25% las pérdidas postcosecha
por consecuencias de manipulación inadecuada, deterioro, plagas y enfermedades,
implicando que una cuarta parte de la producción no llegue al consumidor.
Además, menciona que las frutas, hortalizas, raíces y tubérculos son menos
resistentes y se deterioran rápidamente. Por esta razón, en algunos productos
como plátanos, tomates y cítricos, las pérdidas no son menos del 50%, la mitad
de lo producido (Wilson y Lawrence, 1985).
Las pérdidas postcosecha en el mundo causadas por
hongos, pueden ser del 12% o incluso superior en los países en desarrollo).
Muchos patógenos están causando graves daños a la agricultura en pre y
postcosecha. De esta manera, la amenaza de las enfermedades postcosecha está en
función de la manera en cómo se manejen la mayoría de los productos
hortofrutícolas y de ahí la importancia de entender la naturaleza de los
patógenos y la fisiología del producto (Baipai et al., 2007).
Panamá es un país con una elevada producción agrícola, generalmente en
tierras altas, donde estos productos son utilizados para el consumo nacional e
internacional; debido a las características climatológicas es cada vez mayor la
aparición de hongos en las cosechas y en el almacenaje. En la actualidad, falta
establecer niveles permisibles de flora fúngica y micotoxinas, representando un
agente nocivo para la salud, ya que estos se pueden aspirar en mercados o
puntos de esporulación donde pueden causar alergias respiratorias,
intoxicaciones sanguíneas o bien micotoxicosis por consumo del producto
contaminado.
Las frutas y hortalizas son productos perecederos, susceptibles al
ataque de microorganismos antes o después de la cosecha y durante su
almacenamiento; tal es el caso de los hongos fitopatógenos, los cuales, de
acuerdo con Herrera-Estrella y Carsolio (1998) pueden provocar grandes pérdidas
en la producción de frutas y hortalizas. Por otra parte, este tipo de
microorganismos son capaces de producir sustancias, como resultado de su
metabolismo secundario, como las micotoxinas, que se distribuyen con facilidad
en el substrato y pueden llegar a ser perjudiciales, aun cuando se encuentran
en concentraciones muy bajas, poniendo en entredicho su inocuidad, ya que un
25% de las cosechas de alimentos a nivel mundial están contaminadas con algún
tipo de micotoxinas, lo cual representa un fuerte riesgo para la salud de la
población de países que no controlan estos contaminantes (FAO, 2003).
El control de la contaminación por aflatoxinas debe basarse en minimizar
el número de frutos susceptibles a la colonización por el patógeno,
disminuyendo el daño por insectos y reduciendo el porcentaje de frutos con
apertura prematura de la cáscara. En California, debido a la asociación entre
la polilla de la naranja y la contaminación por aflatoxinas, el control de las
poblaciones de esta plaga es esencial (Palumbo et al., 2014). Por ejemplo, una
de las prácticas más efectivas consiste en adelantar la recolección a fin de
evitar los daños causados por la tercera generación de la polilla de la
naranja.
Finalmente, la industria ha usado distintos métodos para reducir la
presencia de aflatoxinas en alimentos contaminados, por ejemplo, el tostado de
pistachos en presencia de zumo de limón o ácido cítrico destruye el 90% de
aflatoxina B1 (Rastegar et al., 2017). La especie A. flavus produce
aflatoxinas B1 y B2, mientras que A. parasiticus puede producir, además,
aflatoxinas G1 y G2. Debido a ello, en California (EE. UU.), el porcentaje de
muestras de pistacho que sobrepasan el umbral de 15 µg/kg a causa de la
infección por A. parasiticus son frecuentemente mayores que los causados
por A. flavus. La aflatoxina B1 es uno de los cancerígenos más potentes
conocidos y está regulada en la Unión Europea independientemente del conjunto
de éstas (García López et al.,
2018).
Por otra parte, se observan características generales de las
micotoxinas, su ingesta, peligro, micotoxicosis y la clasificación de las
micotoxinas que abarca aflatoxinas y otras que son de interés, además habla de
las normativas de las aflatoxinas totales para el consumo humano en alimentos
como lo son: UE, MERCOSUR y AESAN.
Esta investigación tuvo como objetivo la evaluación y detección de flora
fúngica y niveles de aflatoxina totales con la técnica de ELISA, tomando en
cuenta el lavado y no lavado de frutas (naranja, guayaba) y hortalizas
(repollo, tomate) frescas; procedente de dos supermercados en el distrito de
Chitré, provincia de Herrera.
Ubicación del sitio de estudio:
Se llevó a cabo en dos supermercados del distrito
de Chitré, provincia de Herrera, denominados Supermercado A; ubicado en Avenida
central, corregimiento de Chitré (cabecera) y Supermercado B; ubicado frente
Arcillas de Chitré, corregimiento de Chitré (cabecera). Ambos supermercados son de grandes cadenas a nivel nacional y debido a
las políticas de restricción bajo las que se rigen estos supermercados para la
autorización a realizar estudios de este tipo, no se podrá dar a conocer sus
nombres; ya que marcarían la imagen de estos. El área de estudio específica
fueron las frutas y hortalizas frescas tomadas directas de los refrigeradores
donde éstas permanecen refrigeradas y listas para el consumo humano.
La identificación de los
hongos se realizó en la unidad de investigación y el laboratorio de
Microbiología del Centro regional universitario de Azuero, Universidad de
Panamá, y en el laboratorio de Microbiología de la Facultad de Ciencias
Naturales, Exactas y Tecnología, Centro regional Universitario de Coclé,
Universidad de Panamá.
Diseño Experimental
Esta investigación es de carácter descriptivo
expo factor, en
donde las muestras serán tomadas al azar, los datos obtenidos se procesarán por
medio de la estadística descriptiva. Para el mismo se tomó en cuenta las
variables: independiente (Crecimiento de hongos y
niveles de aflatoxinas) y la dependiente (muestras lavadas y muestras no
lavadas).
El ensayo consistió en evaluar cuatro productos, dos frutas (naranja, guayaba) y dos hortalizas
(repollo, tomate) con una réplica de cada una, siendo cuatro frutas y cuatro
hortalizas por cada supermercado (Supermercado A y Supermercado B), ubicados en
el distrito de Chitré, provincia de Herrera, a mediados del mes noviembre y
parte de diciembre 2012. Dichas réplicas se tomaron para realizar el
tratamiento de lavado durante cinco minutos. Esto nos permitió comparar el
crecimiento fúngico entre frutas y hortalizas lavadas y no lavadas. El muestreo
se llevará a cabo dos veces por semana, en un periodo de un mes, siendo en
total 128 muestras.
Los conteos se dieron en
respuesta binomial; es decir, si existía o no existía presencia del hongo en
cada uno de los productos sometidos a tratamiento. Debido a lo anterior
señalado, el análisis estadístico se llevó a cabo utilizando un análisis de
frecuencias con la prueba de Chi-Cuadrada.
Muestreo
Las
muestras fueron tomadas al azar
directamente de los refrigeradores donde se encontraban las frutas y hortalizas
frescas, listas para el consumo humano, en dos supermercados elegidos al azar
en el distrito de Chitré, provincia de Herrera, donde serán tomadas una
replicas por frutas (naranja, guayaba) y hortalizas (repollo, tomate). Las
mismas, se colocaron dentro de bolsas plásticas estériles y se transportaron en
una nevera bajo refrigeración de 4° C. Posteriormente, fueron llevadas a la
unidad de investigación del Centro Regional Universitario de Azuero; en donde
se procedió a realizar los análisis pertinentes.
Aislamiento de hongos
Una vez obtenida las muestras procedentes de los
dos supermercados, se realizó el aislamiento de los hongos presentes en las
frutas y hortalizas no tratadas (sin lavar) y tratadas (lavadas con agua
potable por cinco minutos); las muestras se aislaron de un raspado superficial,
la cual se procedió a sembrar en platos Petri estériles con medio Agar
Papa-Dextrosa (PDA) adicionando 10 mg/ml de ampicilina; antibiótico que inhibe
el crecimiento de bacterias (Benbow y Sugar, 1999).
Los platos fueron colocados en una incubadora marca
J.P Selector, modelo 136630; a 35° C durante 7 días como tiempo límite,
monitoreando el crecimiento de la flora fúngica en diferentes tiempos (24hr,
48hr y 72hr). Posteriormente, se observó su crecimiento con ayuda del
estereoscopio y microscopio (Rebufel y Olavarría, 1989).
Las frutas y hortalizas procedentes de los dos
supermercados que presentaron crecimiento fúngico (esporas, hifas y micelios),
se separaron de su medio original para evitar contaminación con otros géneros
de hongos presentes en una misma muestra. Posteriormente, se realizaron los
micro cultivos, que consistieron en cortar un trozo de agar aproximadamente de
1 cm de ancho y largo con crecimiento fúngico de colonias diferenciales; luego
se colocaron en un plato Petri con medio de cultivo PDA, luego se le colocaba
un cubreobjeto para que las hifas de los hongos se adhieran. Finalmente, se
procedió a incubar los micro cultivos durante las primeras 72 horas y se
realizó la caracterización fenotípica y morfológica (macro y microscópica mediante
montaje por disección) bajo el microscopio; de cada uno de los micro cultivos
aislados.
Montaje de placas
Luego de las 72 horas de incubación, se retiró el
cubreobjeto que se encontraba sobre el micro cultivo con ayuda de una pinza
estéril, el mismo fue colocado sobre un portaobjeto el cual contenía una gota
de azul de metileno al 1%, que permitía que los elementos fúngicos se tiñan de
un color azul-violeta, el cual facilitó su identificación con el microscopio
bajo los objetivos de 10X, 40X y 100X.
Identificación fenotípica con la clave taxonómica
Los hongos presentan una sorprendente variedad de
tamaños y formas. Los mohos son
hongos filamentosos o micelares, estando compuestos de unas redes llamadas
hifas que están entrelazados formando micelio. El micelio y los cuerpos fructíferos de un moho se
refieren colectivamente al talo fungal. Las esporas de los hongos son de importancia
primordial en la identificación del hongo, por ello, se empleó claves
taxonómicas.
Para la
identificación de hongos fitopatógenos es necesario la observación de sus
estructuras somáticas y reproductivas. Mediante la técnica de cámara húmeda y/o
aislamiento es posible inducir la aparición de estas estructuras. La
observación de las características de las estructuras producidas y el uso de
claves taxonómicas son necesarios para determinar el género y la especie del
hongo patógeno. Para la identificación de los hongos basadas en sus estructuras
reproductivas se utilizó la clave de Carrillo, 2003.
Inmunoensayo enzimático para el análisis cuantitativo de aflatoxinas
(Prueba de ELISA)
La prueba de ELISA fue utilizada para la detección
y cuantificación de las aflatoxinas, como se observa en el flujograma de la
Figura 1.
Para la confección de la curva patrón, se tomaron
cuatro sensibilizadores con anticuerpo anti-aflatoxina a concentraciones de 0
ppb (estándar 1), 5 ppb (estándar 2), 15 ppb (estándar 3) y 50 ppb (estándar
4), se utilizaron 20 micro pozos de fondo rojo (pozos de mezclado) para
realizar dicha prueba, cuatro micro pozos para los controles y 16 micro pozos
para las muestras; todos estos colocados sobre el soporte de microplaca, con
una puntilla nueva para cada micro pozo. Finalmente, se procedió a la lectura
de los micro pozos usando el lector StatFax® con un filtro de 650 nanómetros.
Procesamiento para aflatoxinas totales con el Kit
de ELISA
Para la
determinación de aflatoxinas totales se utilizó el kit Elisa Veratox Aflatoxin
(Quantitative Test®) se procedió a pesar 5 g de cada fruta y hortaliza (tratada
y no tratada), las mismas fueron trituradas con un homogeneizador Stomacher
procesador de alimentos, luego en un vaso químico de 50 ml se mezcló la muestra
triturada con 25 ml de metanol al 70% y se dejó reposar por tres minutos,
posteriormente se procedió a filtrar la mezcla con papel filtro estéril;
obteniendo así la muestra concentrada. Los datos cuantitativos se determinaron
a 650 nm mediante el lector StatFax®.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se evaluaron 128 muestras, a
partir de estos crecimientos fúngicos se caracterizaron taxonómicamente los
hongos Aspergillus niger con
58%, Aspergillus ochraceus con 18% y Aspergillus flavus 7%, siendo estos los que presentaron la mayor cantidad de
muestras positivas para el crecimiento
de hongos fitopatógenos presentes en frutas y hortalizas, sin embargo, se
identificó de igual manera otras especies de hongos con menor crecimiento como Aspergillus versicolor con 6%, Aspergillus sclerotiorum con 5%, Alternaria sp. con 4% y Rhizopus sp. 2%.
El análisis de la investigación sobre poblaciones de hongos (fenotipos)
en los tratamientos sin lavar, lavado de frutas y hortalizas frescas se realizó
por conteos de las muestras positivas en respuesta binomial (presencia o
ausencia) del hongo en cada uno de los productos evaluados. La descripción
cualitativa se da para los hongos con mayor ocurrencia como lo son: A. niger, A. ochraceus, A. flavus;
para ellos se muestra cuadros y gráficas de las muestras positivas y
porcentajes en naranja, guayaba, repollo, tomate para los tratamientos de
lavado y no lavado en cada muestreo realizado en el supermercado A y B.
Por
otra parte, para la detección de las aflatoxinas totales con el kit de ELISA,
resultando la guayaba el único producto que sobrepasa los niveles permisibles
para consumo humano, establecidos por la UE.
Géneros y especies de la flora fúngica
encontrada en frutas y hortalizas frescas.
Estos hongos fueron aislados de frutas y hortalizas
frescas preparadas para la distribución y consumo del ser humano en los
supermercados. Se lograron identificar tres géneros de hongos: Aspergillus con cinco especies (A. niger,
A. ochraceus, A. flavus, A. versicolor, A. sclerotium), Alternaria sp. y Rhizopus sp.
La distribución total de la flora fúngica encontrada en frutas y
hortalizas frescas resultó que el hongo Aspergillus
niger alcanzo un 58% de crecimiento, siendo el hongo con mayor porcentaje
(Figura 2).
Los
hallazgos encontrados para los hongos en frutas y hortalizas frescas en nuestra
investigación se asemejan al estudio realizada por Trigos et al., 2008. En el
cual se obtuvieron un total de 27 especies fúngicas,
pertenecientes a 18 géneros, de las cuales coincidió con los resultados para
los hongos Alternaria sp. y Rhizopus sp. en todos los hongos
encontrados se comprobó que el 100% presentaron patogenicidad en el producto
original, de acuerdo con los postulados de Koch; sin embargo, éstas pasaron
desapercibidas tanto por vendedores como por consumidores. Finalmente, se
corroboró que el 60,9% de dichas especies pueden ser potencialmente productoras
de micotoxinas (Trigos et al., 2008).
Crecimiento de A. niger por muestreos
Para
evaluar la presencia de A. niger
sobre frutas y hortalizas en cada muestreo se tomó en cuenta las condiciones
muy variadas para su desarrollo y crecimiento inmediato, ya que en tres días se
observaba la presencia de éste (colonias negras que desarrollan gran cantidad
de esporas), lo que influye en la proliferación y propagación de las del
patógeno (Guerrero et al., 2003).
La
comparación de los tratamientos y supermercados se realizaron con la finalidad
de corroborar la eficacia del lavado de cada fruta y hortaliza evaluada, (si
disminuye o aumenta en cada supermercado en este caso para el hongo A. niger), ya que es importante
determinar la calidad microbiológica de cada producto que se consume (Cuadro
1).
En la
comparación de muestras positivas para el hongo A. niger se encontró mayor presencia en la guayaba sin lavar, de
igual manera este producto es el de mayor crecimiento en el supermercado A. Sin
embargo, en ambos tratamientos y supermercados hubo alta prevalencia del hongo
con diferencia mínima entre ellos, señalando los resultados que el tratamiento
de lavado con agua potable no es efectivo en la disminución de la presencia de
este hongo, ya que en ciertos productos el tratamiento de lavado aumenta la
presencia de A. niger.
Crecimiento general de Aspergillus ochraceus
Para
el comportamiento del hongo A. ochraceus
los resultados indicaron que el crecimiento más elevado se observó en naranja,
con un 25%. En la distribución total de este hongo hubo mayor crecimiento en
muestras sin lavar procedentes del supermercado A (Cuadro 2).
Crecimiento general de Aspergillus flavus
La presencia de este hongo en los
productos alimenticios es notoria, ya que es uno de los causantes carcinógenos
en la actualidad. El crecimiento de este hongo en frutas y hortalizas nos
indica una posible presencia de Aflatoxinas totales ya que no es necesario alta
ocurrencia de un hongo para la producción de su micotoxina (Carrillo, 2003). En
el Cuadro 3, se observa el comportamiento del hongo Aspergillus flavus. El crecimiento más relevante se observó en las
muestras lavadas del supermercado B; siendo en la fruta guayaba donde se
encontró mayor prevalencia de A. flavus
con 9%.
Son suficientes, mínimas cantidades de colonias de Aspergillus flavus para su propagación y desarrollo toxigénico, ya
que es uno de los hongos menos frecuentes, pero entre los más toxigénico debido
a su potencial capacidad de producir metabolito secundario tóxico en fase
estacionaria como lo son las aflatoxinas, (Kurztman
et al.,
1987) micotoxina en estudio.
El
crecimiento de A. flavus en
tratamiento sin lavar y lavado de cada producto, donde observamos mayor
crecimiento en muestras lavadas. Tanto en naranja como en repollo no se
registra crecimiento en muestras sin lavar. El mayor crecimiento de A. flavus por supermercado se observa en
el producto guayaba.
Los
demás productos igual presentaron este hongo, pero con menos cantidad. En una investigación realizada por Ochoa et al. (2007) en Baja California Sur, México se
muestran resultados similares a nuestra investigación, respecto a la naranja.
Se aislaron e identificaron morfológicamente hongos fitopatógenos
pertenecientes al género Aspergillus,
donde se caracterizó Aspergillus flavus.
Evaluación de Aflatoxinas totales en
frutas y hortalizas
Los
controles se dan en ppb, siendo esto la unidad de medida de las concentraciones
de aflatoxinas totales, cada uno indica el rango de densidad que se tomara en
cuenta para la comparación con las normas internacionales de niveles de
aflatoxinas totales en alimentos, ya que en la actualidad no se cuenta con
estas en Panamá. En relación con la disminución de densidad óptica, entre menor
es el valor de aflatoxinas totales en los controles (ppb) mayor será la
concentración de densidad óptica (Cuadro 4).
Niveles de
Aflatoxinas totales en supermercado A y B para frutas y hortalizas lavadas y no
lavadas
Las aflatoxinas representan un riesgo muy elevado para la salud pública,
por ser un potencial carcinógeno; por lo que se recomienda que se reduzca los
niveles de éstas en alimentos (Bennett y Klich, 2003). El problema
de las aflatoxinas totales es una preocupación mundial, causando importantes
pérdidas humanas y económicas. Aproximadamente el 5-10 % de la producción total
mundial de alimentos parece estar irremediablemente pérdida por estas causas
(Abbas et al., 2016).
La
densidad óptica está estrictamente ligada con la concentración de aflatoxinas
totales porque muestra el rango de ppb que se encuentra en cada muestra que
resultó positiva (a medida que aumenta la concentración de AFT la densidad
disminuye). Las concentraciones de aflatoxinas
totales más elevadas fueron encontradas en el supermercado A en repollo sin
lavar (Cuadro 5).
En
el supermercado A, se observa los niveles de aflatoxinas totales encontrados en
frutas y hortalizas frescas, por medio de promedio evaluado por el lector para
kit de ELISA en cada uno de los productos y tratamientos. Se evaluó los
productos naranjas, guayaba, repollo y tomate siendo 1, 2, 3, 4 respectivamente
y los tratamientos 1 y 2, lavado y sin lavar. Las aflatoxinas representan un
peligro por consumidor de frutas y hortalizas contaminadas, ya que son sin
lugar a duda las micotoxinas más importantes por ser sustancias hepatotóxicas,
carcinogénicas, teratogénicas y mutagénicas (Frisvad y
Samson, 1991).
En
el supermercado B se encontró la mayor concentración de aflatoxinas totales en
frutas y hortalizas frescas, en el producto guayaba para el tratamiento lavado
(2T2), seguido de la naranja en el tratamiento lavado (1T2). A medida que la densidad disminuyó la
concentración de AFT aumentó notoriamente. La guayaba fue el producto donde se
encontró mayor la presencia del hongo Aspergillus
flavus y en el supermercado B este resultado se refleja en los niveles de
aflatoxinas totales encontrados, ya que de igual manera fue el producto con
mayor concentración de aflatoxinas totales. Esto nos permite relacionar la
presencia de A. flavus con la
concentración de Aflatoxinas totales en el producto guayaba para el mismo
supermercado (Cuadro 6).
Comparación de aflatoxinas totales encontradas,
respecto a normas alimenticias internacionales.
Los
resultados en comparación a los niveles de aflatoxinas totales permisibles en
alimentos según la Unión Europea, MERCOSUR y AESAN, mostraron que el producto
guayaba fue el único que sobrepaso los niveles permisibles de 4 ppb de la UE, con
una concentración de 6 ppb (Figura 3).
Por
otra parte, los demás productos contienen cantidades menores de aflatoxinas que
representan de igual manera un peligro, ya que el consumo constante de bajas
concentraciones se acumula hasta llegar a ser perjudiciales en la salud. Las
concentraciones obtenidas para las aflatoxinas totales nos permiten observar
que independientemente del producto y tratamiento aplicado los niveles de
aflatoxinas persisten de tal modo que el agua potable que se les aplica en casa
para el consumo diario no ayuda a disminuir los riesgos que representan en la
salud pública las aflatoxinas.
Es importante mencionar que de los
cuatro productos evaluados solo uno sobrepasó los niveles permisibles en una de
las tres normativas empleadas para la comparación de los niveles de aflatoxinas
totales en alimentos, por lo que se consideró que para todos los productos los
niveles fueron bajos.
CONCLUSIONES
·
El hongo con mayor ocurrencia en este estudio
fue Aspergillus niger con un 58%.
·
El tratamiento de lavado y el Supermercado A
presentaron la mayor ocurrencia de flora fúngica.
·
El producto con mayor concentración de
aflatoxinas totales fue la guayaba con 6 ppb, en el supermercado B, siendo el
único producto que sobrepaso los niveles permisibles de la UE para aflatoxinas
totales en alimentos.
REFERENCIAS
Abbas,
K., Bellaloui, N., y Arnold Bruns, H. (2016). Investigating Transgenic Corn Hybrids as a Method for Mycotoxin Control.
Food and Nutrition Sciences, 7(1). https://www.scirp.org/(S(351jmbntvnsjt1aadkposzje))/reference/ReferencesPapers.aspx?ReferenceID=1661257
Ávila, L.
(2011). Hongos Fitopatógenos Aislados de Cultivar de Guayaba (Psidium guajava). Universidad Michoacana
de San Nicolás de Hidalgo. México. Automatización. UMNSNH. 11. http://bibliotecavirtual.dgb.umich.mx/
Bajpai,
V., Rahman, A., y Chul, K. S. (2007). Chemical
composition and anti-fungal properties of the essential oil and crude extracts
of Metasequoia glyptostroboides. Miki ex Hu. Industrial Crops and Products, 26(1), 28-35. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2006.12.012
Benbow,
J. M., y Sugar, D. (1999). Fruit surface
colonization and biological control of postravest diseases of pear by
preharvest yeast application. Plant Disease, 83(9), 839-844. https://apsjournals.apsnet.org/doi/pdf/10.1094/PDIS.1999.83.9.839
Bennett, J. W., y Klich, M. (2003). Mycotoxins. Clinical Microbiology Reviews, 16(3), 497-516. https://doi.org/10.1128/CMR.16.3.497-516.2003
Carrillo,
L. (2003). Los Hongos de los alimentos y
Forrajes. Universidad Nacional de Jujuy. I edición:1-31. https://es.scribd.com/document/406421880/Manual-de-Microbiologia-de-los-Alimentos-pdf
Organización de las Naciones Unidas para la
Alimentación y la Agricultura. (2003). Manual sobre la aplicación del sistema de
análisis de peligros y de puntos críticos de control (APPCC) en la prevención y
control de las micotoxinas. Capítulo 1, 9-14. https://www.fao.org/3/y1390s/y1390s00.htm
Frisvad,
J. C., y Samson, R. A. (1991). Mycotoxins
produced by species of Penicillium and
Aspergillus. Chelkowski J (Ed.)
Cereal Grain. Amsterdam, Elsevier,
441-476.https://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=NL9203854
García
López, M., Jaime, R., Camilletti, B., Beltrán, A., Michaillides, T., y Morall,
J. (2018). Contaminación de aflatoxinas en frutos secos: un problema emergente.
Phytoma, (302), 38-42. https://www.phytoma.com/images/pdf/302_frutales_aflatoxinas_frutos_secos.pdf
Guerrero,
T. A., Ruiz Sánchez, D., Martínez Chacón, J. F., García, Y., Álvarez Chacón,
R., Wong-Chio, M., Vértiz-Chávez, E., y Zavala, J. (2003). Aislamiento de
hongos en instalaciones deportivas de la UNAM. Revista de la Facultad de Medicina UNAM, 46(3), 93-96. https://www.medigraphic.com/pdfs/facmed/un-2003/un033d.pdf
Herrera-Estrella,
A., y Carsolio, C. (1998). Medio
ambiente, control biológico y hongos parásitos. Avance y Perspectiva:
195-204. https://www.semanticscholar.org/paper/Medio-ambiente%2C-control-biol%C3%B3gico-y-hongos-Estrella-Carsolio/9a4c43cfeea799a2d3d02a00f750bde0c08b3169
Ochoa, J. L., Hernández-Montiel, L. G., Latisnare –
Barragán, H., León de La Luz, J. L., y Larralde-Corona, C. P. (2007).
Aislamiento e Identificación de Hongos Patógenos de naranja Citrus sinencis L. -Osbeck cultivada en
Baja California Sur, México. Ciencia y
Tecnología Alimentaria, 5(5), 352-359. https://doi.org/10.1080/11358120709487712
Rastegar,
H., Shoeibi, S., Yazdanpanah, H., Amirahmadi, M., Khaneghah, A. M.,
Campagnollo, F. B., y Sant’Ana, A. S. (2017). Removal of aflatoxin B1 by roasting with lemon juice and/or citric acid
in contaminated pistachio nuts. Food Control, 71, 279-284. https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2016.06.045
Rebufel,
P., y Olavarría, J. (1989). Metodologías para la identificación de especies de
hongos en granos básicos almacenados. Santiago, Chile: Serie La Platina (13),
85-88. https://hdl.handle.net/20.500.14001/30603
Trigos,
A., Ramírez, K., y Salinas, A. (2008). Presencia de hongos fitopatógenos en
frutas y hortalizas y su relación en la seguridad alimentaria. Revista Mexicana de micología, 28,
125-129. https://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0187-31802008000300015
Wilson, C. L., y Lawrence, P. P. (1985). Potential for biological
control of postharvest plant diseases. Plant
Disease, 69(5), 375-378. https://www.apsnet.org/publications/PlantDisease/BackIssues/Documents/1985Articles/PlantDisease69n05_375.pdf